WWW.DISUS.RU

БЕСПЛАТНАЯ НАУЧНАЯ ЭЛЕКТРОННАЯ БИБЛИОТЕКА

 

Совершенствование микробиологических методов контроля больничной среды в многопрофильных стационарах

На правах рукописи

Косякова Карина Георгиевна

СОВЕРШЕНСТВОВАНИЕ МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИХ

МЕТОДОВ КОНТРОЛЯ БОЛЬНИЧНОЙ СРЕДЫ

В МНОГОПРОФИЛЬНЫХ СТАЦИОНАРАХ

03.00.07 - микробиология

АВТОРЕФАТ

диссертации на соискание ученой степени

кандидата медицинских наук

Санкт-Петербург

2009

Работа выполнена на кафедре микробиологии, вирусологии и иммунологии ГОУВПО «Санкт-Петербургская государственная медицинская академия им. И.И. Мечникова Федерального агентства по здравоохранению и социальному развитию».

Научный руководитель:

доктор медицинских наук,

профессор Бойцов Алексей Геннадьевич

Официальные оппоненты:

доктор медицинских наук,

профессор Афиногенов Геннадий Евгеньевич

доктор медицинских наук Кафтырева Лидия Алексеевна

Ведущее учреждение: ГОУВПО «Санкт-Петербургский государственный медицинский университет им. академика И.П. Павлова».

Защита диссертации состоится « 16 » июня 2009 г. в____часов на заседании диссертационного совета ДМ 208.086.03 при ГОУВПО «Санкт-Петербургская государственная медицинская академия им. И.И. Мечникова Федерального агентства по здравоохранению и социальному развитию» (195067, Санкт-Петербург, Пискаревский пр., д. 47).

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке ГОУВПО «Санкт-Петербургская государственная медицинская академия им. И.И. Мечникова Росздрава» (195067, Санкт-Петербург, Пискаревский пр., д. 47).

Автореферат разослан « » мая 2009 г.

Ученый секретарь диссертационного совета

доктор медицинских наук, профессор Бойцов А.Г.

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы. Проблема внутрибольничных инфекций продолжает сохранять свою актуальность [Зуева Л.П., Яфаев Р.Х., 2008; Брусина Е.Б., 2008; Онищенко Г.Г., 2008]. Осуществление в стационарах программ инфекционного контроля, направленного на предупреждение внутрибольничного инфицирования пациентов и сотрудников лечебных учреждений, как правило, предусматривает выполнение комплекса микробиологических исследований. Однако вопрос об объеме и методах таких исследований не однозначен. Необходимость выполнения исследований в плановом порядке неоднократно подвергалась сомнению [Кожарская Г.В., 2000; Савицкая К.И. и соавт., 2001; Семина Н.А. и соавт., 1999, 2006; Манграм А.Дж., 2003]. С 1 мая 2009 года такие исследования в нашей стране прекращены на основании СП 3.1.2485-09 «Профилактика внутрибольничных инфекций в стационарах (отделениях) хирургического профиля лечебных организаций» [2009]. Тем не менее, полный отказ от проведения микробиологического мониторинга больничной среды представляется ошибочным, а необходимость контроля уровней микробной обсемененности объектов больничной среды признана многими авторами [Зуева Л.П., 2007; Шкарин В.В., Ковалишена О.В., 2007; Фельдблюм И.В., Захарова Ю.А., 2008; Al-Hamad A., Maxwell S., 2008; Sherlock O. et al., 2009].

Определенные расхождения имеют место относительно выбора контролируемых параметров. В качестве определяемых микроорганизмов предлагают: Staphylococcus aureus, в том числе метициллинрезистентные S. aureus, Clostridium difficile, ванкомицинрезистентные энтерококки, грамотрицательные бактерии. Для оценки интенсивности загрязнения определяют количество аэробных бактерий на 1 см2, количество которых не должно превышать 5 [Dancer S.J., 2004].

Схема микробиологических исследований в нашей стране была определена приказом МЗ СССР №720 [1978] и включала исследование смывов с объектов окружающей среды на БГКП, золотистые стафилококки, псевдомонады, определение стафилококков и общего количества бактерий в воздухе, контроль стерильности рук хирургов, кожи операционного поля, изделий медицинского назначения и обследование персонала на стафилококковое носительство. При этом не предусматривался контроль циркулирующих в больничной среде штаммов на чувствительность к дезинфектантам и антисептикам. На сегодняшний день в нашей стране отсутствуют общепринятые стандартизированные методы определения чувствительности клинических штаммов микроорганизмов к дезинфектантам и антисептикам, а также не определены критерии, гарантирующие достоверность полученных результатов.

Очевидное несоответствие существующей схемы микробиологического мониторинга больничной среды потребностям практического здравоохранения, ее затратный характер и потребность в совершенствовании методической базы определили необходимость выполнения настоящей работы.

Цель исследования – оценить эффективность и информативность регламентированных методов санитарно-микробиологичес-кого исследования объектов больничной среды и наметить возможные пути их совершенствования.

Задачи исследования:

  1. Оценить результативность многолетнего применения санитарно-микробиологических исследований при контроле объектов больничной среды в крупном многопрофильном стационаре и спрогнозировать последствия отмены его планового применения.
  2. Усовершенствовать метод исследования поверхностей для снижения себестоимости и трудозатрат с сохранением существующего уровня информативности.
  3. Оценить целесообразность фаготипирования S. aureus, выделенных от бактерионосителей и из окружающей среды стационара.
  4. Разработать метод определения чувствительности циркулирующих штаммов к дезинфектантам и антисептикам, обеспечивающий получение данных о величине минимальной бактерицидной концентрации с высокой точностью.
  5. Оценить бактерицидную активность применяемых в стационаре дезинфектантов по отношению к условно-патогенным микроорганизмам, выделенным из больничной среды.

Научная новизна. Получена новая информация, позволяющая усовершенствовать схему санитарно-микробиологических исследований больничной среды. Получены новые данные о превалировании во внешней среде стационара микроорганизмов в монокультуре с преобладанием грамположительной флоры. Предложена новая питательная среда для выделения условно-патогенных микроорганизмов – «Лактозо-желточный агар». Впервые научно обоснована оптимальная кратность повторов при определении величины минимальной бактерицидной концентрации дезинфектантов и антисептиков с заданной точностью. Усовершенствован метод определения чувствительности бактерий к дезинфектантам и антисептикам.



Практическая значимость. Предложенная новая питательная среда позволяет снизить трудозатраты и стоимость санитарно-микробиологических исследований. Предложенная схема определения чувствительности микроорганизмов к дезинфектантам и антисептикам позволяет проводить мониторинг резистентности циркулирующих в больничной среде штаммов к антимикробным препаратам в условиях практического здравоохранения.

Получены удостоверения на рационализаторские предложения №1751 и №1807, принятые ГОУВПО СПбГМА им. И.И. Мечникова 16.06.2006г. и 05.12.2008г. к использованию под наименованиями: «Питательная среда для санитарно-бактериологических исследований лактозо-желточный агар» и «Питательная среда для санитарно-бактериологических исследований лактозо-желточный агар с индикатором бромтимоловый синий».

Материалы исследования внедрены в работу бактериологической лаборатории ФГУЗ «Центр гигиены и эпидемиологии в г. Санкт-Петербурге», в работу бактериологической лаборатории клиник больницы Петра Великого СПбГМА им. И.И. Мечникова, а также в учебный процесс кафедры микробиологии, вирусологии и иммунологии СПбГМА им. И.И. Мечникова для врачей-интернов, ординаторов и слушателей факультета усовершенствования врачей.

Основные положения, выносимые на защиту:

  1. Система санитарно-микробиологического мониторинга в стационарах может быть упрощена. Плановый санитарно-микро-биологический контроль больничной среды мало информативен и ведет к неоправданным материальным затратам. Исследования следует проводить по эпидпоказаниям и для контроля за циркуляцией микроорганизмов, устойчивых к действию антибактериальных препаратов. Разработанная новая питательная среда – «Лактозо-желточный агар» эффективна при исследовании объектов больничной среды на основные виды условно-патогенных микроорганизмов. Проводить фаготипирование штаммов S. aureus, выделенных от носителей в стационаре, в плановом порядке не целесообразно.
  2. Основное внимание при санитарно-микробиологическом мониторинге должно уделяться контролю чувствительности штаммов условно-патогенных микроорганизмов, выделяемых из госпитальной среды, к антибиотикам, дезинфектантам и антисептикам и контролю стерильности изделий медицинского назначения. Разработанная схема определения минимальной бактерицидной концентрации дезинфектантов и антисептиков доступна для применения в практическом здравоохранении и обеспечивает необходимую точность исследования.

Апробация работы. По теме диссертации опубликовано 12 научных работ, в т.ч. 3 статьи в изданиях, рекомендованных ВАК.

Основные положения работы доложены на отчетной научно-практической конференции сотрудников и молодых ученых СПбГМА им. И.И. Мечникова (Санкт-Петербург, 2006), на IV международной конференции, посвященной 85-летию СПб НИИЭМ имени Пастера и 120-летию Парижского института Пастера «Идеи Пастера в борьбе с инфекциями» (Санкт-Петербург, 2008).

Личный вклад диссертанта. Личное участие автора осуществлялось на всех этапах работы и заключалось в выполнении всех микробиологических исследований, статистической обработке результатов, анализе полученных данных, в обобщении и оформлении результатов.

Структура и объем диссертации. Диссертационная работа изложена на 128 страницах машинописного текста и состоит из введения, обзора литературы, описания материала и методов исследования, 4-х глав собственных исследований, заключения, выводов и практических рекомендаций. Диссертация содержит 22 таблицы и 16 рисунков. В работе использовано 110 отечественных и 69 иностранных источников литературы.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Работа выполнялась на кафедре микробиологии, вирусологии и иммунологии СПбГМА им. И.И. Мечникова и на базе бактериологической лаборатории и клиник больницы Петра Великого СПбГМА им. И.И. Мечникова.

При выполнении работы были применены ретроспективный и оперативный анализ.

Объектами изучения являлись: изделия медицинского назначения, воздух и поверхности объектов больничной среды операционных, отделений реанимации и интенсивной терапии и процедурных кабинетов; слизистая верхних дыхательных путей персонала; кожа операционных полей больных и рук персонала операционных бригад (табл. 1).

Таблица 1

Методы микробиологических исследований и объем выполненной работы

Методы исследования Оперативный анализ Ретроспективный анализ
1.Посев проб со слизистой верхних дыхательных путей персонала 8415 -
2.Посев проб с кожи операционных полей и рук персонала операционных бригад 4537 7595
3.Посев проб на стерильность с изделий медицинского назначения 15487 34614
4.Посев проб с объектов больничной среды 14597 22985
5.Посев проб воздуха седиментационным методом 6003 8391
6.Фаготипирование штаммов S. aureus 636 -
7.Определение чувствительности/устойчивости больничных штаммов к дезинфектантам 56 -




Микробиологические исследования поверхностей объектов больничной среды и воздуха проводили в соответствии с приложением №2 к приказу МЗ СССР №720 от 31.07.1978г., МР «Методы бактериологического исследования условно-патогенных микроорганизмов в клинической микробиологии» от 19.12.1991г., приказом МЗ СССР №254 от 01.09.1991г.

Обследование медицинского персонала на носительство S. aureus проводили в соответствии с приложением №3 к приказу МЗ СССР №720 от 31.07.1978г., используя для фаготипирования фаги Международного набора, выпускаемого ГУ НИИЭМ им. Н.Ф. Гамалеи РАМН.

Экспериментальное определение чувствительности/устойчи-вости штаммов микроорганизмов к дезинфектантам проводили с помощью модифицированной нами методики, разработанной на основе МР МЗ РФ № 1100-26-0-117 [Леви М.И., Сучков Ю.Г., 2000].

Для определения МБК дезинфицирующих средств в отношении ряда изолированных штаммов микроорганизмов применяли 3 препарата, относящихся к четвертично-аммониевым соединениям – Лизоформин специаль, Лизоформин 3000, Неоформ Д плюс и 1 из группы гуанидинов – Соната.

Статистическая обработка результатов исследований проводилась в компьютерной оболочке Windows с помощью процессора электронных таблиц Microsoft Office Excel 2003 и программы Биостат [Гланц С., 1999]. Были использованы непараметрические методы сравнения - критерий 2, F-тест, коэффициенты корреляции Пирсона (r) и Спирмена (), двухфакторный дисперсионный анализ [Рунион Р., 1982; Гланц С., 1999]. Определение необходимого числа повторений исследований, систематических и случайных ошибок проводили с помощью критерия Стьюдента [Ашмарин И.П., Васильев Н.Н., Амбросов В.А., 1975; Зайдель А.Н., 1985].

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

Согласно СП 3.1.2485-09 «Профилактика внутрибольничных инфекций в стационарах (отделениях) хирургического профиля лечебных организаций», введенных в действие с 01.05.2009 г., плановые микробиологические исследования объектов больничной среды не проводятся. Нецелесообразность выполнения подобных исследований подтверждается и результатами нашей работы. При оценке микробного пейзажа предметов и ограждающих конструкций больничной среды установлено, что в течение 16 лет в целом по всем отделениям количество неудовлетворительных проб снизилось с 7,8% в 1993 году до 0,3% в 2008 году, что может быть связано с внедрением в практику работы высоко эффективных современных дезинфектантов. В течение 5 последних лет уровень высеваемости находился на стабильно низком уровне, не превышающем 1,7%, что соответствует требованиям приказа №254 [1991]. С помощью коэффициента корреляции Пирсона установлено, что кратность обследования не влияет на количество неудовлетворительных проб (p<0,05) или, другими словами, снижение частоты обследования не приводит к ухудшению санитарного состояния.

В то же время исследование объектов больничной среды целесообразно при расследовании вспышек внутрибольничных инфекций [СП 3.1.2485-09] и необходимо при проведении мониторинга резистентности циркулирующих в стационаре штаммов к антисептикам и дезинфектантам, предусмотренного вышеназванным документом.

При проведении исследований по эпидпоказаниям возникает необходимость выполнения большого числа определений за минимальное время. Для сокращения материальных затрат представляется целесообразным разработка единой питательной среды, позволяющей выделять основные группы УПМ: энтеробактерии, S. aureus и P. aeruginosa.

К разрабатываемой питательной среде предъявлялись следующие требования:

  • среда должна поддерживать рост аэробных и факультативно-анаэробных микроорганизмов;
  • должна содержать дифференцирующие факторы для энтеробактерии, P. aeruginosa и S. aureus;
  • не должна окрашивать поверхности при заборе проб методом отпечатков.

Анализ спектра выделяемых из объектов больничной среды микроорганизмов по результатам исследований, выполненных в годы с самым высоким и низким уровнями высеваемости (2003 и 2008 года), показал, что в большинстве проб преобладали микроорганизмы в монокультуре – 81,8%. Среди миксткультур обнаруживались ассоциации из двух и трех видов, чаще грамположительных микроорганизмов, не имеющих санитарно-показательного значения. Поэтому введение в состав среды элективных факторов сочли нецелесообразным.

На основе полученных данных разработаны две прописи питательной неэлективной среды для санитарно-бактериологических исследований «Лактозо-желточный агар». Её применение позволяет сократить расход чашек Петри, отказаться от применения среды Эндо и ЖСА, сокращает нагрузку на персонал. В отличие от среды Эндо предложенная среда не окрашивает поверхности предметов, что делает возможным её применение при использовании метода отпечатков.

Состав среды позволяет по виду колоний дифференцировать лактозопозитивные и лактозонегативные энтеробактерии, лецитиназоположительные и лецитиназоотрицательные стафилококки, синегнойные палочки. При использовании индикатора Андреде колонии лактозопозитивных колиформных бактерий имеют розовый цвет, колонии лактозоотрицательных энтеробактерий и синегнойной палочки беспигментных штаммов – бесцветные полупрозрачные, стафилококки – от белых до оранжевых, с радужным венчиком вокруг лецитиназоположительных колоний.

При использовании индикатора Бромтимолового синего повышается наглядность учета колоний по признаку расщепления лактозы – лактозоположительные колонии окрашиваются в лимонно-желтый цвет (при рН 6,0 и ниже), лактозоотрицательные – в сине-зеленый (при значениях рН выше 7,4). Так как лактозоотрицательные микроорганизмы растут в виде колоний сине-зеленого цвета, то учет образования пигмента пиоцианина P. aeruginosa может быть затруднен. В сомнительных случаях ставится проба на оксидазу. Введение в состав питательной среды индикатора не влияет на лецитиназную реакцию стафилококков и позволяет учитывать ее через 24-48 ч.

Согласно ряду действующих нормативов, проведение оценки эффективности дезинфекции необходимо проводить с обязательным использованием нейтрализаторов, которые входят в состав смывной жидкости или используются непосредственно после отбора проб для нейтрализации остаточных количеств дезинфектантов перед посевом на питательные среды [МУ 17-12, 1997; МУК 4.2.734-99, 1999; МУ 2.1.4.1057-01, 2001].

Нами проведена сравнительная оценка чувствительности традиционного метода смывов и метода смывов с применением нейтрализаторов для оценки качественного состава микрофлоры больничной среды многопрофильного стационара. Смывы брали одновременно с соседних участков в 1,0% пептонную воду (традиционный метод) и в 1,0% пептонную воду с добавлением 3% Твин-80 и 1,5% эмульсии куриного желтка (метод с применением нейтрализатора). При исследовании 107 объектов традиционным методом рост выявлен в 56,1% проб, с добавлением нейтрализатора – в 63,6% проб. S.aureus был выявлен в 3-х пробах каждым из методов, но с разных объектов; БГКП выявлены в 1 пробе обоими методами (с одного и того же объекта) и еще в 2 пробах только методом смывов с добавлением нейтрализатора. При анализе полученных данных с помощью критерия 2, различий в количестве положительных проб, взятых двумя методами, не выявлено.

Полученные данные свидетельствуют об одинаковой эффективности традиционного метода смывов и метода смывов с применением нейтрализаторов при исследовании поверхностей больничной среды с целью контроля соблюдения противоэпидемического режима в ЛПУ. Причиной этого может быть значительное разведение смыва питательной средой при посеве, что уже само по себе нейтрализует остаточное действие дезинфектанта. Результаты измерений показали, что на одном тампоне независимо от характера исследуемой поверхности переносится 0,080 ± 0,016 мл смывной жидкости, которая в пробе объемом 5 мл разводится в 62,5 раза. Известно, что при наличии остаточных количеств дезинфектанта в смывной жидкости эффективным фактором нейтрализации является 100-кратное разведение пробы в питательной среде [AFNOR NF T 72-150, 1988], поэтому кратность разведения, заложенная самой техникой забора пробы, обуславливает достаточную результативность метода смывов с помощью тампонов без применения нейтрализаторов.

При изучении качества стерилизации контролю стерильности были подвергнуты ИМН, а также кожа рук персонала операционных бригад и операционных полей больных.

За 1993-2008 года выявлено 697 нестерильных проб, что составило 1,1% от общего числа исследований. При этом большинство нестерильных проб приходилось на смывы с кожи рук персонала и операционных полей больных. Это можно объяснить тем, что кожа, как биотоп организма, не может быть подвергнута стерилизации в полном смысле этого слова.

Внедрение методов промышленной стерилизации, подразумевающих одновременную обработку тысяч изделий, повлекло изменения в подходе к определению понятия стерильность. Новые нормативные документы, регламентирующие стерилизацию изделий медицинского назначения в лечебных учреждениях [ГОСТ Р ИСО 13683-2000] ориентируют на необходимость, прежде всего, валидации процесса стерилизации, а не на контроль стерильности изделий.

Согласно современным представлениям о динамике гибели микроорганизмов под действием неблагоприятных факторов, невозможно достигнуть полного обеспложивания объектов [Мунблит В.Я., Тальрозе В.Л., Трофимов В.И., 1985], и потому стерилизация является понятием вероятностным. В связи с этим, для обозначения степени надежности стерилизации в зарубежной практике было введено понятие уровень гарантированной стерильности – Sterility assurance level (SAL) [Gregg A., Mosley G.A., 2008]. Качество стерилизации изделий медицинского назначения принято оценивать как вероятность и сторонники этого направления указывают, на невозможность проверки обеспечения заданного уровня стерильности, SAL, при значениях его меньше 10-2 (то есть 10-3,- 10-6) из-за необходимости использовать большое количество образцов. Поэтому, испытание на стерильность даже серийно выпускаемой продукции подвергнутой радиационной стерилизации не предусмотрено [ГОСТ Р ИСО 11137-2000].

Тем не менее, действуют и ранее утвержденные документы, регламентирующие проведение контроля стерильности ИМН [МУ-287-113, 1998]. Очевидно, что невозможно определить, достигнут ли требуемый уровень SAL при стерилизации конкретной партии изделий, но можно определить, хотя бы ориентировочно, значение SAL, реально достигнутое в ЛПУ в течение определенного промежутка времени, и сопоставить его с аналогичными данными по региону в целом.

По данным ФГУЗ «Центр гигиены и эпидемиологии в г. Санкт-Петербурге», в 2007 году из 88306 проконтролированных объектов не стерильными оказались 52, то есть значение SAL составило 0,6 * 10-3. Сравнение результатов исследований на стерильность, проведенных нами в 2007 году, с результатами контроля в 11 случайно отобранных регионах страны показало высокий уровень качества стерилизационных мероприятий в клиниках академии – менее 0,6 * 10-3. В то же время в ряде регионов количество неудовлетворительных проб на стерильность существенно превышает данный показатель и достигает 18-30 * 10-3.

Очевидно, стерилизация изделий медицинского назначения в ЛПУ не обеспечивает уровня SAL, заданного для промышленной стерилизации, поэтому следует рекомендовать максимально использовать изделия одноразового применения и ужесточить контроль за валидацией процессов обработки ИМН.

Согласно приказу №720 МЗ СССР [1978] персонал хирургических отделений и родовспомогательных учреждений подлежит обязательному обследованию на носительство S.aureus с последующим фаготипированием выделенных культур для определения категории носительства.

В 2002-2006 годах года нами было исследовано 8415 проб из носовых ходов от 1131 сотрудников хирургических и реанимационных отделений. S. aureus был выявлен в 548 случаях (6,5%) у 332 человек. Все штаммы были профаготипированы. Также были профаготипированы 88 штаммов, выделенных из объектов внешней среды. Большинство типируемых штаммов от носителей и из больничной среды относились к III фагогруппе – 25,9 и 19,3% соответственно. На втором месте находились штаммы II фагогруппы – 5,9 и 10,2%, на третьем – штаммы смешанной группы III + внегрупп – 4,2 и 4,5%. В целом распределение по фагогруппам штаммов, выделенных из больничной среды, коррелировало с таковым у штаммов, выделенных от носителей (p<0,05).

Из общего числа штаммов стафилококков 40,5% были выделены от персонала однократно, а 59,5% – повторно, от двух до восьми раз.

Нетипируемыми за весь период оказались 38,0% штаммов от носителей и 53,4% из больничной среды (рис. 1).

аспределение по фагогруппам Staphylococcus aureus, выделенных от-0Рисунок 1 Распределение по фагогруппам Staphylococcus aureus, выделенных от носителей и из больничной среды в 2002-2006 годах

Принимая во внимание высокую долю нетипируемых штаммов, проведение фаготипирования в рамках текущего надзора следует признать нецелесообразным с учетом высокой стоимости и трудоёмкости исследования.

Важной составляющей инфекционного контроля является мониторинг чувствительности/устойчивости больничных штаммов микроорганизмов к дезинфектантам и антисептикам. Большинство предложенных для этой цели методов не лишены недостатков и не удобны для применения в практике. В связи с этими мы поставили перед собой задачу разработать методику, удовлетворяющую следующим требованиям: технологичность, экономичность и воспроизводимость полученных данных.

За прототип нами был выбран «Метод по ускоренному определению устойчивости бактерий к дезинфекционным средствам» №1100-26-0-117 [Леви М.И., Сучков Ю.Г., 2000]. К его очевидным достоинствам относится простота воспроизведения в практических условиях. Однако метод не предусматривает процедуры нейтрализации, поэтому не гарантирует определения именно МБК, а не МПК. В связи с этим метод был модифицирован путем введения этапа нейтрализации дезинфектанта, для чего использовали универсальный нейтрализатор – 3% Твин 80. Кроме того, мы отказались от использования индикатора pН, ограничившись регистрацией наличия жизнеспособных бактерий по помутнению питательной среды.

Определение МБК, согласно всем законам теории измерений, неизбежно приводит к возникновению ошибок (погрешностей). То есть, при неоднократном повторении определений МБК суспензионным методом могут быть получены различные значения в отношении одних и тех же культур, что связано, главным образом с гетерогенностью микробной популяции по профилю резистентности к антимикробным препаратам.

Не зная ошибки метода, невозможно сопоставлять полученные значения МБК, а для снижения случайной ошибки и получения достоверных результатов необходимо увеличивать количество повторений.

В современной литературе фактически нет единых рекомендаций по выбору шага разведения биоцида при определении МБК. После серий определений МБК с 8-кратным повторением и различными шагами разведения дезинфектанта (2, 5 и 10) расчетным путем установлено необходимое число повторений. Обязательным при этом является расчет среднего значения МБК.

При определении чувствительности/устойчивости бактерий к дезинфектантам и антисептикам с использованием микропанелей при 10-кратном разведении дезинфектанта исследование достаточно проводить 1 раз, но получаемые при этом данные могут быть использованы лишь для ориентировочной оценки уровня МБК. В связи с меньшей гетерогенностью бактериальных популяций по чувствительности к дезинфектантам, чем к антисептикам, для определения чувствительности/устойчивости бактерий к дезинфектантам оптимальным является шаг разведения 5 при 3-кратном повторении исследований, для антисептиков - 2 при 8-кратном повторении.

Нами проведено определение МБК штаммов микроорганизмов, выделенных от больных и с объектов больничной среды, для некоторых, из широко применяемых дезинфектантов. Для оценки активности дезинфектанта были выбраны расчетные критерии. Препараты, для которых отношение минимальной рекомендованной производителем рабочей концентрации к полученным значениям МБК было больше или равно 2, признавались активными против данных штаммов, меньше 2 – мало активными, МБК больше или равно РК – не активными.

Были определены значения МБК 4 препаратов: Лизоформин специаль, Лизоформин 3000, Неоформ Д плюс, Соната, в отношении больничных штаммов микроорганизмов (табл. 2).

Таблица 2

Определение чувствительности/устойчивости к дезинфектантам штаммов микроорганизмов, выделенных из больничной среды

Группы микроорганизмов Дезинфектант Число штаммов, в отношении которых активность дезинфектанта
Высокая Низкая Отсутствует
Грамотрица-тельные Л. Специаль 2 2 2
Л. 3000 3 1 8
Неоформ Д плюс 7 0 0
Соната 5 1 0
Итого 17 4 10
Грамположительные Л. Специаль 10 2 0
Л. 3000 4 1 0
Неоформ Д плюс 5 0 0
Соната 3 0 0
Итого 22 3 0

В ряде случаев МБК для данных штаммов была выше минимальной, рекомендованной инструкцией по применению (17,9% проб). В 12,5% случаев рекомендованная минимальная РК превышала МБК для данных штаммов менее чем в 2 раза. Т.о. 30,4% штаммов оказались устойчивы к испытанным дезинфектантам. Среди протестированных культур не выявлено штаммов микроорганизмов, устойчивых к препарату Неоформ Д плюс.

Наблюдения показали, что рекомендованный производителем срок хранения рабочего раствора не всегда соответствует действительности (рис. 2).

зменение активности дезинфектанта Х*** при хранении рабочего-1Рисунок 2 Изменение активности дезинфектанта Х*** при хранении рабочего раствора в течение рекомендуемого срока

При испытании одного из дезинфектантов установлено, что активность рабочего раствора снижалась при хранении в надлежащих условиях. На 7-е сутки раствор оказался не активен в отношении E. cloaceae и K. pneumoniae, хотя рекомендованный производителем срок хранения рабочего раствора составлял 14 дней.

Использование подобных препаратов с заниженной активностью может привести к формированию в больничной среде вторичных эпидемиологически опасных резервуаров возбудителей ГСИ, в которых микроорганизмы длительное время сохраняются и размножаются.

Таким образом, при дезинфекции, также как и при стерилизации, важен не столько контроль конечных результатов, а валидация самого процесса, для чего необходимо постоянно контролировать появление резистентных штаммов и своевременно осуществлять смену дезинфектантов.

ВЫВОДЫ:

  1. Плановые санитарно-микробиологические исследования больничной среды малоэффективны и могут быть заменены исследованиями по эпидпоказаниями и контролем за циркуляцией микроорганизмов, устойчивых к действию антибактериальных препаратов.

2. Для сравнительной оценки эффективности стерилизации в ЛПУ может быть использован критерий SAL, рассчитываемый не менее чем на 1000 исследованных на стерильность изделий.

3. Затраты на выполнение санитарно-микробиологических исследований предметов больничной среды можно значительно сократить путем применения комбинированной неэлективной питательной среды, обеспечивающей одновременное выделение и идентификацию БГКП, стафилококков и псевдомонад.

4. Проведение фаготипирования стафилококков, выделенных от носителей и из окружающей среды при плановых исследованиях, мало информативно.

5. Комплексный санитарно-микробиологический мониторинг больничной среды должен включать определение активности дезинфектантов и антисептиков по отношению к циркулирующим штаммам.

Практические рекомендации

  1. При контроле качества дезинфекционных мероприятий для проведения статистического анализа результатов исследований объем выборки должен быть не менее 100 проб из каждого отделения в год. При контроле стерилизации – не менее 1000 проб с каждого вида изделий медицинского назначения в год.
  2. Применение неэлективной питательной среды «Лактозо-желточный агар» с индикаторами Андреде и Бромтимоловый синий позволяет снизить затраты при проведении санитарно-бактерио-логического контроля.
  3. Фаготипирование стафилококков, выделенных из больничной среды, следует проводить только по эпидпоказаниям.
  4. При определении МБК дезинфектантов и антисептиков при 10-кратном разведении биоцида исследование достаточно проводить 1 раз, но получаемые при этом данные являются ориентировочными. При определении МБК дезинфектантов оптимальным является шаг разведения 5 при 3-кратном повторении исследований, а для антисептиков - 2 при 8-кратном повторении.

Список работ, опубликованных по теме диссертации

  1. Косякова К.Г. Изменение противомикробной активности Лизоформина 3000 при хранении / К.Г. Косякова // Человек и его здоровье – 2005: материалы научно-практической конференции сотрудников и студентов СПбГМА им. И.И. Мечникова, посвященной 60-летию Победы в Великой Отечественной войне. – СПб, 2005. – С. 140-141.
  2. Косякова К.Г. Фагопейзаж стафилококков, выделенных из объектов больничной среды и от персонала многопрофильного стационара / К.Г. Косякова // Состояние окружающей среды и здоровье населения Северо-Западного региона: материалы научно-практической конференции. - СПб, 2006. – С. 106-107.
  3. Косякова К.Г. Бактериофаги / А.Г. Бойцов, В.П. Иванов, О.Н. Ластовка, А.А. Порин, К.Г. Косякова, Л.Ю. Нилова / под ред. В.П. Иванова. – СПб: СПбГМА им И.И. Мечникова. - 2006. – 100 с.
  4. Косякова К.Г. Сравнение санитарно-бактериологических методов для качественной оценки микрофлоры больничной среды / К.Г. Косякова, А.В. Елисеев // Состояние здоровья населения и факторы риска: материалы науч. конференции, посвященной 100-летию СПбГМА им. И.И. Мечникова. – СПб, 2007. – С. 280-281.
  5. Косякова К.Г. Значение фаготипирования Staphylococcus aureus для определения категории носительства / К.Г. Косякова, Ю.А. Чугунова // Вестник СПбГМА им. И.И. Мечникова - 2007. - №1. (приложение) - С. 40-41.
  6. Косякова К.Г. Формирование стафилококкового носительства у персонала многопрофильного стационара / К.Г. Косякова, Ю.А. Чугунова // Материалы Всероссийской научной конференции «Современные проблемы медицинской микробиологии» (ХХХХ юбилейная конференция "Хлопинские чтения"). - СПб, 2007. - С. 206-207.
  7. Косякова К.Г. Дифференциальная среда для санитарно-бактериологических исследований в системе инфекционного контроля / К.Г. Косякова, А.Г. Бойцов // Вестник Российской Военно-медицинской академии. – СПб, 2008. – №2, Ч. I. – С. 193-194.
  8. Косякова К.Г. Возможные ошибки при оценке чувствительности микроорганизмов к дезинфектантам микрометодом / К.Г. Косякова, С.Л. Ильинская // Исследования и разработки по приоритетным направлениям в медицине: материалы научно-практической конференции. – СПб, 2008. – С. 122-123.
  9. Косякова К.Г. Совершенствование методов бактериологического контроля за инфекциями в области хирургического вмешательства / К.Г. Косякова, А.Г. Бойцов // Вестник СПбГМА им. И.И. Мечникова. - 2008. – №3. – С. 123-126.
  10. Косякова К.Г. Валидизация процессов стерилизации или контроль стерильности? / А.Г. Бойцов, Т.А. Гречанинова, К.Г. Косякова // Дезинфекционное дело. – 2008. – №4. – С. 59-61.
  11. Косякова К.Г. Распространенность стафилококкового носительства среди персонала различных отделений стационара / К.Г. Косякова // Исследования по приоритетным направлениям в медицине и биологии: материалы научно-практической конференции. – СПб, 2009. – С. 103-104.
  12. Косякова К.Г. Определение активности растворов дезинфектантов и антисептиков, а также чувствительности к ним микроорганизмов: Информационное письмо / А.Г. Бойцов, К.Г. Косякова, Ю.А. Чугунова, Т.А. Гречанинова; утв. Лабораторным советом ФГУЗ «Центр гигиены и эпидемиологии в г. Санкт-Петербурге» 06.05.2009. – СПб, 2009. – 18 с.

Список условных сокращений

БГКП – бактерии группы кишечной палочки

ГСИ – гнойно-септические инфекции

ИМН – изделия медицинского назначения

ЛПУ – лечебно-профилактическое учреждение

МБК – минимальная бактерицидная концентрация

МПК – минимальная подавляющая концентрация

РК – рабочая концентрация

УПМ – условно-патогенные микроорганизмы

SAL – уровень гарантированной стерильности



 





<
 
2013 www.disus.ru - «Бесплатная научная электронная библиотека»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.